許多同學對細胞消化做了許多研究，得出了很多有價值的經驗，也見到很多人的困惑。其實細胞培養，尤其是細胞系的培養，就消化而言，不是太難，做得多了，善于總結經驗，就能把細胞越養越好。一般的程序步驟，細節操作，介紹一些基本操作背后的知識，如果不對之處，歡迎指正，一起討論。

        1、其實絕大部分細胞消化的時候是只要用胰酶潤洗一遍即可，吸去胰酶后，殘留的那些無法計算體積的附著在細胞表面的微量胰酶在37度一般不到2min足夠消化細胞（絕大部分1min不到）。對于這些細胞原則上不要用胰酶孵育細胞，連續這樣傳代，對細胞傷害很大。簡單的程序是PBS潤洗吸去，胰酶潤洗吸去，然后電熱恒溫培養箱37度消化。

        2、什么算是消化好了呢？不是細胞全部成間隔分布很離散的單個圓形才算消化好了，一般你肉眼觀察貼壁細胞層，只要能移動了，多半呈沙壯移動，其實已經可以了。一般能移動了，說明細胞與培養基質材料的附著已經消失了，細胞之間的附著也已經消失了，細胞已經獨立分布了（雖然沒有呈現很廣的離散分布）。這個時候應該停止消化，不要等到看到鏡下所有細胞都分離得非常好，間隙很大，才停止。細胞就是*成單個細胞懸液，之后在貼壁的過程中仍然會聚集，這個是貼壁培養的細胞，尤其是腫瘤細胞的一個特性。

        3、細胞只要能從基質上脫離下來，這個時候即使是成片的（比如Calu-3細胞），吹打不超過20次后（一般10次即可），成小規模聚集（10個細胞左右），是正常的，不要試圖再去延長消化時間。不要以為成片分布是自己沒養好，這個視細胞而定。如果和標準形態不一致，那可能是自己沒消化好導致的，但如果消化方法正確，仍然成片分布，甚至*吹打成單細胞懸液，貼壁后仍然成片分布，這是細胞的特性，是因為貼壁過程中重新聚集了。

        4、比較難消化的細胞（潤洗方法5min還不能消化），就以colon cancer為例，比如HCT15, LS411和KM12，這樣的細胞一般需要用少量胰酶孵育，但也不需要很多，一般100 mm dish，一次MAX多加入500ul，就足夠了。即使這樣難消化的細胞，一般不超過5min，即可見細胞成片移動，就應該停止消化。一些正常細胞也會有難消化的時候，比如tsDC細胞，但也只要用少量胰酶孵育，3min左右即可看到成片沙狀移動。

        5、消化時間和細胞類型、消化液的消化能力、細胞的密度等多種因素有關。一般養一種新的細胞要摸索一下消化時間，掌握細胞消化到什么程度恰到好處。新配的消化液消化能力較強，配好后可分裝成小管，一次用完，其余凍在-20℃低溫保存箱內，以保持酶活力。細胞生長到覆蓋70～80％瓶底時消化較好，若細胞密度過大則消化后細胞易成團。

        6、常規的細胞實驗（增殖，凋亡，遷移，分化之類的），如果不用胰酶去孵育而使用潤洗的方法消化的話（難消化細胞例外），受消化影響不是很大。但少數實驗，比如病毒包裝，對細胞代數，對細胞狀態要求*。這個時候，胰酶消化，就是潤洗，都會對細胞包裝病毒的能力有影響，傳代次數一多，細胞包裝能力就會逐漸下降（當然也有其它因素影響包裝效率）。這個時候都不用胰酶消化，用一些鹽溶液（不是EDTA液）即可。這些鹽溶液通過影響ECM相關酶的活性，來使得細胞脫離基質附著表面，但不切割任何蛋白。 

        7、PBS洗滌。消化之前用PBS洗滌，是常見的操作，因為Serum含有抑制trypsin的蛋白。但這里面也有學問可以講，對于一些難消化細胞，那么可以配制不含Ca，Mg離子的PBS，因為這些離子也會抑制trypsin的活性。但對于絕大部分胰酶或者EDTA溶液潤洗即可消化的細胞，不需要配制如此溶液。